當樣本細胞數少的時候，你應該如何進行樣本處理？
這個問題，曾經很多做科研的FLOWER都碰到過，尤其是做小動物的，例如做小鼠的胰腺組織，往往只能分離出不多的細胞，處理中又很容易丟掉，導致最後上機獲取到的細胞寥寥無幾，給結果解讀帶來很大困難。
因此，重要的是，如何儘量避免丟失，保障有足夠的細胞進行實驗呢。在Cyt-Geist中，彙總了以下建議，相信對遇到相同困境的FLOWER會有較大幫助：
1、建議從野生型或其他相同細胞來源獲取細胞摻入進去。如果感興趣的細胞標記了熒光蛋白，那麼可以使用沒有熒光蛋白標記的野生型細胞來增加細胞數量，這樣既可以區分出感興趣的細胞，又使分析過程中的細胞損失降至最低。因為細胞丟失率是一定的，當細胞總量增加後，儘管你的目標細胞比例減少了，但是丟失的絕對數也相應減少。
2、建議使用細胞系進行實驗。在某些研究中，可以使用從感興趣細胞建立的細胞系，這些細胞可以代替感興趣的細胞來建立電壓和設門等條件，這樣可以大大減少樣本的消耗，實現樣本最大價值。
3、與血液不同，來自實體器官的原代細胞在用於流式分析之前，必須經過數個涉及機械和酶解等步驟。由於這些解離步驟，細胞完整性可能受到損害。為了保證樣品質量和細胞數量，需要關注解剖手法和解離方案的優化。除了優化解離程序外，還應優化整個實驗中使用的溫度條件。建議使用目標細胞優化這些條件，或者至少使用與目標細胞相似的細胞（即衍生細胞系）。優化條件和方案可以更好地解離細胞，並將解離時間最小化，從而保持細胞完整性。
4、為了使細胞在準備步驟中保持“happy”和活性，建議使用無血清培養基，而不是常規使用的磷酸鹽緩衝液（PBS）。應確保所使用的緩衝液不含酚紅，否則可能干擾分析。另外，應考慮用於優化緩衝液，例如HEPES緩衝液在室溫下的pH值優於磷酸鹽緩衝液，這使其成為流式細胞術樣品製備的理想選擇。
今天分享了流式檢測中有關樣本不夠的處理措施，覺得有用歡迎收藏轉發哦~
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