Cell --胚胎时期脑部发育中的两种巨噬细胞

在过去的几年中，有研究发现中枢神经系统的巨噬细胞具有区域异质性和组成多样性【1-3】。中枢神经系统中的巨噬细胞包括小胶质细胞（Microglia）和位于脑膜、脉络丛和血管周围的边缘相关巨噬细胞(Border-associated macrophages，BAMs)。小胶质细胞位于中枢神经系统实质区域，来源于原始巨噬细胞【4】，在胚胎时期E8.5天的时候由卵黄囊中的红系-髓系祖细胞（Erythro-myeloid progenitors，EMPs）产生【5-7】。但是对于BAMs巨噬细胞无论是在胚胎时期还是成年时期其转录组、功能以及个体发生过程的研究都很不清楚。与其他的巨噬细胞群体相似，BAMs细胞和小胶质细胞都依赖于CSF-1R信号通路【4】。但是关于BAMs和小胶质细胞是否构成不同的谱系，是否由相同祖细胞发育而来或通过与各自的生态位相互作用而在局部获得其特定的特征，仍然是未解之谜。

为了对中枢神经系统中的两种不同巨噬细胞在早期胚胎时期的发生发育过程进行研究，2020年4月6日，瑞士苏黎世大学的

为了对小胶质细胞和BAMs在胚胎时期是否是独立发育的群体这一问题进行研究，作者们对E16.5天野生型小鼠大脑中的巨噬细胞进行了单细胞RNA-seq。作者们选择E16.5作为观测的时间点是因为此时小胶质细胞已经开始分化和表达特征基因【8,9】。在进行单细胞转录组分析后，作者们发现在E16.5天的时候的确已经出现两种巨噬细胞，而且小胶质细胞和BAMs细胞在此时的转录谱已有明显的区别（图1）。

图1 单细胞测序结果聚类分析：小胶质细胞和BAMs细胞

进一步地，作者们通过流式细胞分选评估胚胎脑部巨噬细胞的出现和表型，以验证scRNA-seq的结果。作者们分析后发现，两种巨噬细胞均表达通常的巨噬细胞的标记物以及巨噬细胞相关的转录因子。除此之外，作者们还鉴定出了两种巨噬细胞标记物的不同之处，其中甘露糖受体CD206是能够区分两种巨噬细胞的重要标记物。CD206+的巨噬细胞会分化成为BAMs，而CD206-的细胞逐渐表达Sall1，这与小胶质细胞的特征相一致。除了细胞标记物的不同之外，两种巨噬细胞在中枢神经系统中的区域分布与定位也有很大的不同。小胶质细胞主要集中分布在中枢神经系统实质区域，而BAMs主要分布在脉络丛和血管周围区域（图2）。

图2 两种巨噬细胞的空间区域分布特点

那两种巨噬细胞是在胚胎时期什么阶段出现发育分歧的呢？作者们对不同发育阶段的野生型脑中两种巨噬细胞的一系列转录组信息进行了分析，包括E10.5、E11.5、E12.5、E14.5、E16.5、E18.5共六个时间点。在分析后作者们发现，在E10.5天的早期发育阶段，两种巨噬细胞已经出现明显的分离。另外，作者们对转录组进行分析后，发现BAMs中存在一个新颖的特征基因Dab2，是TGF-β信号通路中的一个负免疫调节因子和适配因子【10】。而且在BAMs和小胶质细胞中有着不同的趋化因子和整合素的表达，这可能是两种巨噬细胞能够迁移和粘附到中枢神经系统中各自不同区域中的原因。胚胎发生过程中不同的基因表达谱反映了两个独立的巨噬细胞群在脑发育过程中执行时间和区域功能。

胚胎发育时期，卵黄囊中第一波造血作用出现在E7.0天被称为原始造血作用，伴随着早期EMP祖细胞的产生，而EMPs细胞能够产生原始巨噬细胞，这一过程出现在E8.5天【5】。原始巨噬细胞迁移到发育的脑部并且分化成为小胶质细胞【4】。那BAMs的具体细胞来源是什么呢？与小胶质细胞是否是同一细胞来源呢？为了对此问题进行解析，作者们通过进一步的小鼠遗传操纵实验进行了验证。通过对小鼠的早期EMPs细胞进行标记，作者们发现BAMs细胞与小胶质神经细胞相似也是来源于早期EMPs。有研究表明TGF-β信号通路在小胶质细胞的发育过程中非常关键【11】，TGF-β信号通路控制胚胎脑部小胶质细胞的分化，包括小胶质细胞特征基因的表达和小胶质细胞的扩增，但是在BAMs中对TGF-β信号通路进行特异性地基因操纵之后，BAMs细胞的数量等特征并没有受到明显的影响。说明BAMs巨噬细胞的发育过程并不要求TGF-β信号通路的作用，

总的来说，Melanie Greter研究组的工作揭开了一直以来中枢神经系统中巨噬细胞区域异质性和细胞组成多样性的原因（图3）。同时也发现在早期胚胎发育阶段，两种巨噬细胞的发育通路便逐渐分离，通过对胚胎时期不同脑部巨噬细胞转录组的分析鉴定出了BAMs细胞特异性细胞标记物，为随后对BAMs在中枢神经系统的功能以及与神经稳态、神经系统相关疾病的研究提供了重要的工具和时空转录组的数据支持。

图3 胚胎时期中枢神经系统两种巨噬细胞的发育过程模式图

原文链接：https://doi.org/10.1016/j.cell.2020.03.021

参考文献

1.Hammond, T. R. et al. Single-Cell RNA Sequencing of Microglia throughout the Mouse Lifespan and in the Injured Brain Reveals Complex Cell-State Changes. Immunity 50, 253-271 e256, doi:10.1016/j.immuni.2018.11.004 (2019).

2.Jordao, M. J. C. et al. Single-cell profiling identifies myeloid cell subsets with distinct fates during neuroinflammation. Science 363, doi:10.1126/science.aat7554 (2019).

3.Masuda, T. et al. Author Correction: Spatial and temporal heterogeneity of mouse and human microglia at single-cell resolution. Nature 568, E4, doi:10.1038/s41586-019-1045-2 (2019).

4.Ginhoux, F. et al. Fate mapping analysis reveals that adult microglia derive from primitive macrophages. Science 330, 841-845, doi:10.1126/science.1194637 (2010).

5.Hoeffel, G. & Ginhoux, F. Ontogeny of Tissue-Resident Macrophages. Front Immunol 6, 486, doi:10.3389/fimmu.2015.00486 (2015).

6.Kierdorf, K. et al. Microglia emerge from erythromyeloid precursors via Pu.1- and Irf8-dependent pathways. Nat Neurosci 16, 273-280, doi:10.1038/nn.3318 (2013).

7.Gomez Perdiguero, E. et al. Tissue-resident macrophages originate from yolk-sac-derived erythro-myeloid progenitors. Nature 518, 547-551, doi:10.1038/nature13989 (2015).

8.Matcovitch-Natan, O. et al. Microglia development follows a stepwise program to regulate brain homeostasis. Science 353, aad8670, doi:10.1126/science.aad8670 (2016).

9.Thion, M. S. et al. Microbiome Influences Prenatal and Adult Microglia in a Sex-Specific Manner. Cell 172, 500-516 e516, doi:10.1016/j.cell.2017.11.042 (2018).

10.Adamson, S. E. et al. Disabled homolog 2 controls macrophage phenotypic polarization and adipose tissue inflammation. J Clin Invest 126, 1311-1322, doi:10.1172/JCI79590 (2016).

11.Butovsky, O. et al. Identification of a unique TGF-beta-dependent molecular and functional signature in microglia. Nat Neurosci 17, 131-143, doi:10.1038/nn.3599 (2014).

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